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native-PAGEとSDS-PAGEでは泳動槽区別しますか? トピック削除
No.188-TOPIC - 2011/03/21 (月) 15:21:37 - waka
みなさまのご意見をお聞かせください。

現在、native-PAGEを行っておりますが、中々結果が安定しません。
同じ泳動条件で、流しているものは精製した組替え蛋白質です。

泳動パターンが毎回異なるため、その原因究明をしたいと思っています。
みなさんは泳動槽、SDS-PAGE用とnative PAGE用とで区別していますか?

私は共通の泳動槽を使用しています。。
ただ、使用前には十分に(十分というもの恣意的なんですが)DDWで濯いでいます。

みなさん、ここに原因があると思われますか?
少しだけアドバイスいただけますと幸いです。
 
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(無題) 削除/引用
No.188-21 - 2011/03/28 (月) 12:55:59 - おお
ちなみにBSAは2量タイなど多量タイが僅かですけど検出されることがあります。BN-PAGEのプロトコールを記載したnature protocolでそれが示されていたと思います。

(無題) 削除/引用
No.188-20 - 2011/03/28 (月) 12:21:37 - waka
ンンノさま

>情報不足でよくわかりませんが、電気泳動の緩衝液と対象の2価イオンの組み
合わせでの電離度が低くなってませんか。

情報不足、大変恐縮です。
今一度、論文の著者に詳細な実験プロトコルを教えていただけないか掛け合ってみます。

>Boston-Pullmanさんのおっしゃるように架橋してしまうほうがいいのかも。

ありがとうございます。
はやり架橋というのはいくつかある可能性の1つなんですね。
是非挑戦してみたいと思います。

もしよろしければ、そのプロトコルを教えていただけますと幸いです。
また得られるデータには、Ca++非存在下でも二量体したようなartifactは現れる可能性はあるのでしょうか?

質問ばかりで申し訳ありませんが、非常に勇気付けられました。
ぜひ挑戦してみたいと思います。

(無題) 削除/引用
No.188-19 - 2011/03/28 (月) 12:15:59 - waka
おおさま

ありがとうございます。

>HPLCでゲル濾過を使ってサイズを見る方がやりやすいかもしれません
論文ではdimerをnative PAGEで見ておりまして、教授からも絶対にできるはずだ。出来ないのはお前の腕が悪いからなんだ。と言われております。

確かにその通りなので、HPLCの可能性については現在は考えておりません><。
特にCa++を加えた時に比べ、他の2価イオンで検討した場合、(native PAGEで、ではですが)非常に比較的高い濃度を加えないと二量体化しないためaffinityは弱いと思っています。
そのためHPLCの様な流路系にこのサンプルを流しいれた場合、弱いdimerを維持してくれるか、とのところにも一抹の不安を持っております。

ので、ぜひnativeでやってみたいなと思います。
というのも何回かに一度は大変キレイに泳動からイムノブロットができ定量性もある程度あるような理想的な結果が得られます。そのためそれがmotivationとなり、もう少しnativeで頑張ってみたいなと考えている所存です。

BSAの件は確かに自分の手技を確認するためにも最適ですね。

ぜひまずはBSAを泳動して(separating gel pH8.8ではBSAはいつものnative PAGEでちゃんと泳動されます)、
泳動の時点でlaneごとに差はないか、
transferの時点で差はないか、
transfer後のgelを染めて転写されにくい場所がないか、
transferをしたPVDF膜をポンソーなりCBBで染めてbandの染まりに差がある場所はないか
を検討できますね。ありがとうございます。是非試してみます。

また、gelの組成は
・protogel(アクリルアミドとビストリスの混合液)
・H2O
・Tris-HCl(pH 8.8)
・APS
・TEMED

ですので、Ca++は元々gelには入ってはおりません。

(無題) 削除/引用
No.188-18 - 2011/03/28 (月) 12:01:33 - waka
みなさま

大変多くのアドバイスをいただき本当に、感激しております><。
色々試行錯誤していたのですが、手持ちのリコンビナントも底を付きそうで、手詰まりを感じていました。

が、手詰まりどころかまだまだ沢山の改善の余地があることをみなさまから教えていただきました。
まだまだ自分は未熟だなと考え改めた次第です><。

>Boston-Pullmanさま

>カルシウムイオンとのアフィニティーは強いのでしょうか?泳動に使用しているバッファーの組成に>もよるかと思いますが、イオンが泳動中に解離してしまうとか。EGTAは入っていませんよね。

affinityは具体的な数字としては算出されていないと思います。
ただ、このnative PAGEの実験系は以前に論文として報告されているやり方を踏襲したものですのでうまくいくはず、と思っていますが、完全に同じやり方か?と言われると論文に詳しく書かれてないというのもあり、確信が持てません><。EGTAなどキレーターは入ってはおりません。

>思い切って泳動前に2量体を架橋するのはどうでしょうか。それならば手馴れたSDS-PAGE/WBで解>析できます。

非常に斬新で私にとって盲点でした。
架橋することは具体的にどうすればよろしいのでしょうか?
ぜひその詳細なプロトコルをご教示いただけますと幸いです。
私は0.5 ugのリコンビナント精製蛋白をtotal 10 ulの系でCa++ or 他の二価イオンと4 hr, 37℃で反応させ、2x sample buffer (SDS-) 10 ulを加え優しくpipattingした後、自作のnative Gelにapplyしております。

泳動条件は
C.V 100 Vで、この時17.5 mAをしめしています。
泳動bufferはTris-Glycine系(SDS-)です。

架橋というのは、2xsample bufferを加える際に架橋剤を加える、ということでしょうか?
架橋剤というとアルデヒド系を思い浮かべますが、これは本当は二量体化していない分子同士も距離が近ければ架橋してしまう、ということはないのでしょうか?

勉強不足で申し訳ありません。
是非プロトコルと、その使用感想等、併せて教えていただけますと幸いです。

>分離ゲル作製時に使う水飽和ブタノールで対処できませんか?
確かに、これを是非その隙間に入れてみようかと思います。ありがとうございます。

(無題) 削除/引用
No.188-17 - 2011/03/28 (月) 09:55:30 - ンンノ
情報不足でよくわかりませんが、電気泳動の緩衝液と対象の2価イオンの組み
合わせでの電離度が低くなってませんか。

Boston-Pullmanさんのおっしゃるように架橋してしまうほうがいいのかも。

(無題) 削除/引用
No.188-16 - 2011/03/27 (日) 13:46:17 - おお
小出しですいません。ゲルにCa++を加えて加えてないのと比べることは可能でしょうか?

(無題) 削除/引用
No.188-15 - 2011/03/27 (日) 13:43:36 - おお
まずは何がまずいのか特定しないといけないですね。トランスファーが悪いならレーンごとにさが出るよりはむらができたりという感じになるかもしれません。

トランスファーのバッファーにメタノールを入れるのは膜に吸着するのを促進する役割もあります。ただしなくてもトランスファーできるという人もいます。

例えばBSAなど流してレーンごとにバンドの出方が違いますでしょうか?BSAなら比較的量流せるのでゲルをそのまま染めたりできますし、トランスファー後メンブレンもアミドブラックなどで染めれますので、検証がしやすいかもしれません。トランスファー後のゲルも一度染めてみることをおすすめします。

BSAをつかいそのままゲルをそめて流れに問題があればゲルがやはり悪いかもしれませんし、そうでなければトランスファーに問題がなければこの系はあなたのタンパクには向かないのかもしれません。

ゲルのバッファーのそせい、反応溶液の組成などで変更できるかもしれません出来る保障はありません。

ゲルが作りにくいのであればアクリルアミドの%を上げる、脱きをする。APSの濃度を少しあげる、TEMEDの量をすこしあげる(TEMEDは若干ゲルの網の状態に作用されるようです)など可能だと思います。

アクリルアミドの重合にpH依存性があったかなぁ。。。いまそれは思い出せませんけど。

(無題) 削除/引用
No.188-14 - 2011/03/27 (日) 10:49:42 - Boston-Pullman
native PAGE 用のコームは聞いた事がありません。隙間がどんな感じなのかイメージが湧かないのですが、分離ゲル作製時に使う水飽和ブタノールで対処できませんか?

(無題) 削除/引用
No.188-13 - 2011/03/27 (日) 09:37:51 - おお
HPLCでゲル濾過を使ってサイズを見る方がやりやすいかもしれません

(無題) 削除/引用
No.188-12 - 2011/03/27 (日) 03:01:40 - Boston-Pullman
カルシウムイオンとのアフィニティーは強いのでしょうか?泳動に使用しているバッファーの組成にもよるかと思いますが、イオンが泳動中に解離してしまうとか。EGTAは入っていませんよね。

思い切って泳動前に2量体を架橋するのはどうでしょうか。それならば手馴れたSDS-PAGE/WBで解析できます。

(無題) 削除/引用
No.188-11 - 2011/03/25 (金) 23:11:35 - waka
みなさま大変貴重なご意見ありがとうございました><。

今回、洗い不足だけを念頭にいれて、泳動槽やガラス板、コーム、スペーサーなどを十分過ぎるほどに洗浄とゆすぎを繰り返しました。先ほど結果がでましたが、やはり安定しませんでした。

おかしなことに10 lanes全く同じサンプルを泳動すれば全く同じ濃さで全く同じ高さに出るはずの物が、非常にムラが顕著でとても等量をapplyしてるとは言い難い結果となりました。

以上より、洗いの不足によるSDSの残存の可能性はみなさんが仰るように低いのかなと思いました。

精製蛋白質は昆虫細胞で作製したもので、コマーシャルなものです。
1 mg/mlのものが50 ul分あります。活性はあることが保障されております。
具体的にはCa++存在下で二量体化するもので、私の実験ではCa++以外にも他の2価イオンでも2量体化することを証明しようとしています。

positive controlとしてCa++を添加すると確かに2量体化してbandのシフトとして現れます。
この「bandのshift」は100%起こるのですが(posicon だから当然ですが)、そのbandの濃さに定量性がないということで悩んでおります。というわけでCa++存在下で2量体化することがそのタンパク質の活性だとすれば、そこは心配ないようです。

ただ、全く同じ処理をしてもlaneごとでbandの濃さが異なる原因がさっぱりです。
ちなみに私はSDS-PAGEはもう十分にこなしており、その際にはlaneごとでhouse keeping gene productのbandの濃さが変わるようなことは当然にありません。

あと、2つ気になる事があります。

native PAGE後のgelをPVDF膜にtransferする際、20 %Methanolを加えたTris Glycine bufferを使用しています。native PAGEですので、SDSを不活化するためのmethanolはこの時必要ないのでしょうか?

もう1つの疑問は、Native PAGEのgel作製の段階です。
以前にも質問させていただいたのですが、gelが非常に固まり難い。separating gelだけですので、コームで蓋をするような形で固めています。(gelに空気が触れると固まりにくいとのことで)

ただ、labが所有するコームの中でたった1つのコームだけが上手に蓋をすることができ、残りのコームで行った場合、隙間があるのかまったくgelが固まっていない場所ができたりします。gel作製の時点で非常にストレスがかかっております。みなさまはnative PAGE用のコームなどを購入しているのでしょうか?つまり隙間なく蓋をする(シーリングできる)ものが特別にあるのでしょうか?あるいはちょっとしたコツなどもしありましたら併せてご教示いただけますと幸いです><。

長文大変申し訳ありません。どうぞ宜しく、お願いいたします。

実験して比較することをお勧めします 削除/引用
No.188-10 - 2011/03/23 (水) 11:08:39 - NK
どちらかというとABZOさんの意見が正しいと思いますが(特にサンプルをどのように保存しているか。凍結融解をしていたら、結果が再現しないのは多くのタンパク質では仕方ないと思います。)、試しに実験してみることをお勧めします。

例えば特別な洗浄を全くしていない泳動層とちゃんと洗浄をして泳動層で、同じ日に同時に実験をしてみる等です。ゲルのpH等の影響も考えられるので(目的タンパク質のpKaがゲルのpHに近いのなら、荷電が大きく変わる可能性もある)、異なる日に調製したゲルで同時に流して比べるのも良いかもしれません。

また凍結融解を繰り返したサンプル、長く保存したサンプルと調製したばかりのサンプルを同時に流すのも良いと思います。

(無題) 削除/引用
No.188-9 - 2011/03/22 (火) 21:13:51 - ABZO
洗いの問題は、絶対にないとは断言できないけど、(一応手抜きせず普通に洗ってるならば)ちょっと考えすぎかな。むしろ試料とする蛋白質の問題はどうよ。天然状態だと保存中や準備段階でいろいろなことが起きる機会は多い。プロテアーゼが混じっていれば部分的な分解もじわじわ進むだろうし、SHが酸化されて分子内や分子間にS-Sができてしまうかもしれない。凍結融解などで変性しかかって一部がオリゴマー化したりアグリゲーションして高分子量化してゲルに入りにくくなることもあるかもしれない。はじめに分注して−80保存するとか、酸化防止のため低濃度の還元剤入れるとか、プロテアーゼ阻害剤とか試してみたらどうかな。

(無題) 削除/引用
No.188-8 - 2011/03/22 (火) 18:53:04 - おお
洗えばじゅうぶん落とせると言うのも分かるのですが、構造じょうみにくく、洗うのにうまく行き届かないようなところに白い塊があったりと言うのもあったりしますので、毎回毎回隅からすみまでチェックしてとなるのも場合によってはめんどくさいかなぁというのもあります。

(無題) 削除/引用
No.188-7 - 2011/03/22 (火) 18:49:07 - おお
ちなみに活性タンパク精製中心の研究室に複数いったことがあるのですが、洗剤であらった器具は泡落ちしてから十回ゆすぐことになってました。

(無題) 削除/引用
No.188-6 - 2011/03/22 (火) 03:20:48 - Boston-Pullman
すすいだ時点で数千倍希釈、その後detergentなしのバッファーを加えれば、結果的に数万ー数十万倍希釈されているばずなので、detergentの残りの影響だとは思いません。もちろん断言はできませんが、ほかにも原因があるはずです。

組み換えタンパク質の精製度(結合タンパク質の解離による泳動速度変化)、安定性(細胞から精製物であれば糖鎖修飾も含めて)など。

どんなシステムで発現させたのか、どのように精製して保存しているのかの情報があるとコメントが得やすいかと思います。

(無題) 削除/引用
No.188-5 - 2011/03/22 (火) 02:49:21 - おお
思いませんという意見があるように、本当にデーターに直接左右されているか見極める必要がありますが、デタージェントセンシティブなタンパクの精製では洗剤を使わず水洗いした器具を一貫してつかい続けることもあります。また菌などの培養も同様にきを使うことがあります。えいどうそうに残ったデタージェントでどこまでたんぱく質のコンプレックスに影響を与えるかは確かに劇的な変化があるかどうかよく分からないですし、疑問しする声もあってもおかしくはないです。併し乍ら懸念はぬぐえないとも思えます。

アルコールはデタージェントを取るのに有効だと思います。水酸化ナトリウムは洗じょう効果があります。アルカリ性洗剤は水酸化ナトリウムかカリウムとデタージェントのコンビネーションですが、今回デタージェントを使わない方がいいので。そこまでもしなくても10回程度水で洗浄するとまずは大丈夫とはおもいますけど念のためということです。とくに水酸化ナトリウムはぬめりがあり何回も洗わないと行けないかもしれませんので、洗じょう回数のおのずと増えます。廃液がもしかしたら難儀かもしれません。

(無題) 削除/引用
No.188-4 - 2011/03/21 (月) 20:55:40 - 思いません
うーん、思いません。界面活性剤特有のぬめりが取れた後、2−3度蒸留水ですすげばいいかと思います。
精製した組み換え蛋白質の性質が保存の間に変わっているということはないでしょうか?
たとえば、活性が変化していくとか。

(無題) 削除/引用
No.188-3 - 2011/03/21 (月) 20:51:56 - waka
おおさま

ありがとうございます。

>よく洗ってその後専用にキープすることが多いです。

やはりそうなのですね、了解しました。
labの方と相談して、専用にできるかどうかを伺ってみます。

>洗うのは1度アルコールとかでリンスするとか、水酸化ナトリウムをつかって洗浄するとかでしょうか。

通常のSDS-PAGE後は簡単に水でゆすいだ程度で、乾燥させております。
が、native-PAGEを行うためにそういった泳動槽を使う時には、まず泳動槽にDDWを入れ、よく振って内部をゆすいだ後、使用しています。この時振ることで泡がこれ以上に出ないことを確認して使用しています。

アルコールやNaOHでの洗浄とは全く考えてはおりませんでした。
そのような洗浄方式で実際、どういった効果が得られるものなのでしょうか?
不勉強で恐縮ですが、教えていただけますと幸いです。

また、泡がこれ以上でない=SDSが完全に洗い落とせた、と考えるのは浅はかでしょうか?
一度しっかり洗浄して、専用にキープしてみたいと思います。ありがとうございます。

(無題) 削除/引用
No.188-2 - 2011/03/21 (月) 18:40:26 - おお
それだけじゃあ原因分からないですが、よく洗ってその後専用にキープすることが多いです。洗うのは1度アルコールとかでリンスするとか、水酸化ナトリウムをつかって洗浄するとかでしょうか。

キープしてやり続けて安定しないのであれば、えいどうそうが原因とはいえなくなるので、ひとつを専用にしてみればどうでしょうか。

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