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(無題) 削除/引用 No.7-4 - 2011/02/14 (月) 02:52:46 - AA X-gal染色の場合、固定が行き過ぎると酵素が失活するのか染色性が悪くなります。 一般にはグルタールアルデヒドを使うことが多いのではないでしょうか？ 個人的にはAdult/embryoのマウス脳での経験では4％PFAの固定で問題なく染まりましたが、それはLacZの由来などサンプルにもよると思います。 固定液を変えて試してみるとよいかと思います。 現在の切片は固定が強くいっているのであれば逆にAnti b-galの抗体染色が良いかもしれません。

失礼いたしました 削除/引用 No.7-3 - 2011/02/12 (土) 17:26:52 - kitatouryou 初めて投稿したもので、プロトコールを入れている途中で誤って送信されてしましました。申し訳ありません。 ヘテロマウスのＥ１５胚を摘出し、Hanks中に入れ、４％ＰＦＡで２分固定しました。 Hanksで3回洗浄し、10%スクロース、20%スクロール、30%スクロースにて前処理しました。その後OCTコンパウンドになじませ、クリオモルドに入れて、ドライアイスとイソペンタンにて凍結包埋しました。アルミホイルにくるみ-８０℃のディープフリーザーに入れて保存しました。 後日切片にし、スライドをX-gal染色液に37℃、暗室、O/Nの条件で浸漬しました。 X-gal染色液の組成は下記の通りです。直前に染色液は３７℃に加温しています。乾燥しないようにサランラップをして蓋をしています。 1mg/ml X-gal 35mM K3Fe(CN)6 35mM K4Fe(CN)6 2mM MgCl2 0.02% NP-40 0.01% Sodium Deoxycholate うっすらと染まっていますが、論文の載っているほどの濃さがでません。プロトコルに問題がありますでしょうか？教えていただけたらありがたいです。次回の染色ではwhole mountで一度染色してから、切片で染色を試みようと思っています。

(無題) 削除/引用 No.7-2 - 2011/02/12 (土) 13:51:13 - ~ Hanksバッファーの中には基質が入っていないので、入れただけでは染まりませんよ。 作業か説明の仕方の、少なくとも片方が根本的におかしいのでは。

ＬａｃＺ染色がうまくいかない 削除/引用 No.7-1 - 2011/02/11 (金) 21:19:57 - kitatouryou マウスの胚を摘出し、Hanks中に入れています。

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