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小さいタンパクをPVDにウェットトランスファーするプロトコール トピック削除
No.12136-TOPIC - 2024/02/05 (月) 08:06:14 - 30kDa
共同研究先からの要請で、30kDa程度の大きさのタンパク質をPVDFメンブレンにウェットトランスファーしなくてはいけなくなりました。トランスファー後にCoomassiee Blueでメンブレンを染めて確認するのですが、サイズマーカーは全ての大きさ(10kDaから250kDaまで)が綺麗にトランスファーされていました、また、同時に流した100kDaのタンパクのバンドも綺麗に染まります。しかし、30kDaのタンパクは完全にどこかにいってしまっており、バンドは全く見えずで困っております。Low Molecular sizeのタンパクをWet Transferした経験のある方、なにか注意事などあったら教えて頂けますでしょうか?

普段そのタンパク質をWBで検出する場合には、Bio-RadのTrans Blot Turboのシステムを使ってゲルからメンブレンに7分でトランスファーしており、これだと問題無くそのタンパクを検出することが出来ています。
今回、ゲルに流すところまではこのWBの場合と同じ作業を行い、トランスファーを
1) 市販のTris-Glycine Transfer Bufferを使い
2) ゲルは1)のBuffer(メタノール抜き)で20分平衡化
3) PVDFメンブレンはメタノールに2分程度浸した後、ワットマンペーパーと一緒に1)のバッファ(10%メタノール入り)に20分程度浸す
4) パッド(スポンジ)とゲル、メンブレン、ワットマンペーパーを組み上げてウェットトランスファーを行う。CC 100mAでO/N(16時間)。
という手順で行った結果、上記のような結果になってしまいました。
16時間のトランスファーが長過ぎて、小さいサイズのタンパクはメンブレンを通過していってしまったのかと思って12時間に短縮するのは挑戦してみました。しかし、この時も30kDaのタンパクは全く見えず仕舞いでした。

単純に更に短い時間(8時間程度?)にすれば良いのか?あるいは私の知らないなにか特別な方法があるのか?ご助言頂けると有り難いです。よろしくお願いします。
 
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(無題) 削除/引用
No.12136-16 - 2024/02/07 (水) 05:01:40 - おお
Electrotransferでなくってスポットしたらどうかしらとか考え始めたり、、、まあ相手がある話なのでそうはいかないかもだけど。

もう一つあり得る工夫はタンクのTransferバッファーの濃度を1.5から2倍にする(メタノールは20%で統一していい、上げてもいいけど)。ゲルの方は通常のやつでもいいし、濃度を合わせてもいい。なぜなら一般的にバッファーの濃度が高いと蛋白(など)の移動度は遅くなる(定電圧で)。定電流であれば電圧が下がるのでまあまあ遅くなるでしょう。

たとえばタンクのTransferバッファーの濃度だけを遅くすると、メンブレンへはこれまでと一緒の速さで到達するけど濃度が変わる変わる境界でスタックする(塩濃度が高いほうが疎水相互作用が強いと言いたいがそこまで違うかわからない)。これはSDSPAGEを流すときのスタッキングゲルとランニングゲルの関係に似ている。ゲル内の濃度も合わせてもいいと思っているがその時はゲル内での移動も遅くなっている。

(無題) 削除/引用
No.12136-15 - 2024/02/06 (火) 13:27:45 - 30kDa
>あのさん

すいません、相手もある話なので全てをきちんとお話しできないのですが。

実は、きちんとした理屈があっての話では無いです。実のところ、先方もそこを理論的に説明出来ないでいます。私も、Trans Blot Turboでなら綺麗にバンドが取れるのだがこれじゃ駄目なのか?と先方に聞いたのですが。先方曰く、そのバンドを使って更なる実験をする時に、Fast Blotシステムで取ったバンドでは今までうまくいったことが無いそうです。

初めてうまくいった時にそれまでうまくいかなかった時と何が違ったのかを検証したら、Wet Transferで取ったバンドだと気付いて、それまでうまくいかなかったものもWet Transferでやり直したら上手くいったりしたので、その後はWet Transferを指定しているそうです。

多分、時間をかけて調べたら理論的な説明がつく話なのでしょうが、残念ながら現時点ではわからない、ということです。

(無題) 削除/引用
No.12136-14 - 2024/02/06 (火) 12:34:32 - あの
よろしければ、

 ”うまくいっているTrans Blot Turboではなく、どうしてもwet式で実施”


しないといけない理由を教えてください。

リプローブする別のターゲットの関係とかですか?

(無題) 削除/引用
No.12136-13 - 2024/02/06 (火) 11:38:17 - 30kDa
>読んで下さってる皆さまへ

ちょっとまとめました。

1)Wet Transferでは無くてTrans Blot Turboの7分間トランスファーを行った場合、30kDaタンパクはウェスタンブロットで検出することが出来た。
2)更に、ウェスタンブロットでは無くてメンブレンをCoomassie Blueで染めた場合に,この30kDaバンドを染めることが出来た。
3)従って、ゲル泳動中に30kDaバンドがデグッたりしたとかいうことは無いと考えられる。30kDaのタンパクを泳動し、そのサイズに沿った泳動距離の位置に持ってくるところまでは上手くいっていると考えられる。

4)しかし、トランスファーをWet Transferに変えたら、30kDaのバンドはCoomassie Blueで検出することが出来なかった(同じゲルに流した100kDaの別のタンパクではバンドは綺麗に染まったのだが)。
5)トランスファー後のゲルをCoomassieで染めたところ、残留タンパクは全く見られなかった。従って、全てのタンパクがゲルから出てメンブレン側にトランスファーされたと考えられた(特殊な話として、タンパクがゲルから出ないままゲル内で跡形も無く壊れてしまった、という可能性を否定は出来ないけど、そんなことあるだろうか?)
6)そこで、私は30kDaタンパクはメンブレンをすり抜けてしまった可能性を考えている。
7)ウエットトランスファー後のメンブレンをウェスタンブロットしてタンパクの検出、はまだ試したことがありません。

(無題) 削除/引用
No.12136-12 - 2024/02/06 (火) 10:10:30 - qq
>>qqさん
>先方から返事が来ました。ゲルのままでは駄目、必ずメンブレンに移してくれ、>とのことでした。残念です。

私が思っているのは、3ugあるはずの30kDa proteinがいつの間にか単なる水になっている可能性も否定しておいた方がいいんじゃない?ということ。

(無題) 削除/引用
No.12136-11 - 2024/02/06 (火) 06:36:41 - 30kDa
書き忘れました。先方からの返事で、抜けを疑っているのであれば、PVDFメンブレンを二枚おいて確認しろとのことでした。二枚目もすり抜け、がありえるような気もしますが、取り敢えず試してみようと思います。でもこれ電圧とかの条件が変わりそうな気もしますね。

(無題) 削除/引用
No.12136-10 - 2024/02/06 (火) 06:32:48 - 30kDa
>qqさん
先方から返事が来ました。ゲルのままでは駄目、必ずメンブレンに移してくれ、とのことでした。残念です。

>ポスドクさん
可能性あると思います。ただ、今回は「Coomassie Blueで強く染まったバンド」が求められているので、抗体での検出(WBだとng以下のオーダーでも容易に検出可能です)だと役に立たないのが残念なところです。タンパクがゲル内に存在しているところまでは確信しているのですが、これをPVDFメンブレンにトランスファーして、更にそこに留めておく(抜けてしまってるという私の仮説が真だとしての話ですが)方法を知りたいところです。

>おおさん
検出感度が低いので正直余り好きな作業ではないのですが、ポンソーで染めるのは特に問題無いし、染めた後に駄目でも洗って再利用も出来そうなので、やってみようかと思います。

ゲルの平衡化にMeOH抜きのバッファーを使うのは、先方が最初に送って来た参考プロトコールではMeOH抜きだったからそうしたのですが、ここに拘りがある訳では無い(私も先方も)ので、20%MeOH入りので試してみようと思います(正直、その方が別々にバッファを作る必要が無くて楽ですしね)。

Trans Blot Turboシステムを使った7分高速トランスファーを行った場合には、件の35kDaのバンドも強くCoomassie Blueで染まりました(あ、じゃあ別にポンソーで染める必要は無いかな?)。なので、ゲルを流れていっていない、アグっている、といった問題は無いだろうと思っています。

あと、サンプルは用事調整で、(毎回では無いですが)極少量を取って Trans Blot Turboで7分トランスファーしたメンブレンも用意しておき、WBでの検出で35kDaタンパクがきちんと存在しているのを確認しているので、デグってるとか、実はアプライしたサンプルに35kDaタンパクが無かった、といった問題は無いと考えています。

(無題) 削除/引用
No.12136-9 - 2024/02/05 (月) 12:53:27 - おお
>[Re:8] ポスドクさんは書きました :
> 見えないだけでしっかりトランスファーされている可能性は?
> 抗体使って検出したらいかがでしょう?
> 私もほぼ同じ条件で16kDaのタンパクを検出したことがありますが、メンブレン上では染色されていなくても、抗体くっつけて化学発光で検出したらきれいにみれましたよ

ちなみにどれくらいの量でしたでしょうか?染まりにくい蛋白かとも考えたのですが、3ugですからねぇ。。。それに1ugのせて、10ngメンブレンに残っていても化学発光(ECLプラス以降)のものなら十分検出できてしまう。


CBBで染まりにくいと言う可能性を考慮して念の為膜をPonceauとかで染めてみてもいいのかもしれない。

>2) ゲルは1)のBuffer(メタノール抜き)で20分平衡化

騙されたとおもって、20%メタノール入バッファーで5分ぐらいでやってみては?

その30kDaの蛋白だけど、SDSPAGEでうまく流れているかどうかというのも気になるところです。非常に頑固なアグリゲーションのばあいSDS存在下でもうまくほどけない場合がある。そうすると高分子にスメアーな感じになり、分散して検出感度以下になれば見えない。またはスタッキングゲルのところで詰まってしまうとか。サンプルバッファー処理後でいいから、同量の飽和尿素水を加えるとアグリゲーションを改善できることがおおい(このときボイルしない)。


あるいは何らかの蛋白の性質上、バンドが30kDaあたりであってもスメアになってしまって分散して検出感度以下ということもあるかもしれない(糖鎖がつくと大抵は高分子のところに来るけどスメアになったりします)。


あとこれはないと思いたいが、手持ちのサンプルの分解が進んでしまっているとか。。。

(無題) 削除/引用
No.12136-8 - 2024/02/05 (月) 12:29:01 - ポスドク
見えないだけでしっかりトランスファーされている可能性は?
抗体使って検出したらいかがでしょう?
私もほぼ同じ条件で16kDaのタンパクを検出したことがありますが、メンブレン上では染色されていなくても、抗体くっつけて化学発光で検出したらきれいにみれましたよ

(無題) 削除/引用
No.12136-7 - 2024/02/05 (月) 10:00:12 - 30kDa
>qqさん
仰る通りです。書き忘れてましたが、トランスファー後にゲルを染めて、ゲルにはタンパクが残っていないことを確認しておきました。

>転写しないままのゲルをCBB染色してみてもいいんじゃないでしょうか?
実はこれ先方に問い合わせてるところで、週明けに返事が貰えるだろうと思っています。それでも良いよ(メンブレンにしなくて、ゲルのままでも良いよ)、と言ってもらえれば話は簡単になるのですが。

(無題) 削除/引用
No.12136-6 - 2024/02/05 (月) 09:54:15 - 30kDa
>TSさん

>感覚的に、Bio-radのTrans blot turboは低分子量がきれいに出るというか
私も同じことを思っています。実は、先方からWetでやってくれ(正しくは、Fast Blotでやったバンドだとうまくいかないから使わないでくれ、でした)と言われる前に一度Trans Blot Turboで同様の実験、トランスファーをしたのですが、その時は件のバンドはばっちり強く出ておりました。

トランスファーバッファは、今回SDS抜き(先に書いた市販のバッファを単純に1Xにした)でやっております。MeOHは10%入れています。おおさんの話もあって、ここを上げるのは検討してみようと思います。

>PVDFのPore sizeはどうでしょうか
私も比較したことは無いのですが、先方に普段どうしてるか聞いたところ0.2だとの話だったので、0.2でやっております。

(無題) 削除/引用
No.12136-5 - 2024/02/05 (月) 09:46:55 - qq
何か特別な理由があって、ウェットで転写されているのでしょう。
上手くいったというセミドライで同時に転写してみたり、転写しないままのゲルをCBB染色してみてもいいんじゃないでしょうか?

(無題) 削除/引用
No.12136-4 - 2024/02/05 (月) 09:37:01 - 30kDa
>おおさん

のせた30kDaのタンパクは3ugで、綺麗なバンドが染まった100kDaは1ugのせています。

トランスファーバッファのMeOHは10%で行いました。

ゲルはNuPAGE 4-12%のミニゲルです(メンブレンのサイズは7x8.4cm)。

書き忘れました。トランスファー終了後にゲルもCoomassie Blueで染めていて、全くタンパクが残っていない(バンドは見えない)ので、ゲルからタンパクが出ていく方は上手くいっている、なのでメンブレン上で見えないlow molecular weightのタンパクはすり抜けていったのでは?と考えた次第です。

(無題) 削除/引用
No.12136-3 - 2024/02/05 (月) 09:26:48 - TS
感覚的に、Bio-radのTrans blot turboは低分子量がきれいに出るというか、Wetでは条件によっては抜けがちになりますね。わたしはBioradのミニタンクからTransblotに移行しましたが、20 kDaのシグナルがかなり強くなりました(感覚的には5倍くらい)(逆に下がったものもある)。タンクの時にもいろいろ調整しましたが、おおさんがコメントしているメタノールと併せて、SDSの濃度が結構効くと思います。低分子量のタンパクのみであれば、SDSなしでも良いかもですね。ちなみにわたしはSDSありで、100V、1.5時間あるいは20V,O/Nでした。PVDFのPore sizeはどうでしょうか。抜けを減らすなら0.2が良いか言われますが、実際にきっちり比較したことはないです。

(無題) 削除/引用
No.12136-2 - 2024/02/05 (月) 08:51:07 - おお
30kDaは何g乗せたのでしょうか。
トランスファーバッファーの組成は?メタノールは20%以上、場合によっては40ぐらいまであげてもいいです。私は20がデフォルトです。40だと高分子は結構きついとは思います。

トランスファーは、100V、30はから1時間と言うやり方もあります。これもゲルの上から4分の1ぐらいのところはトランスファーが完了してない事があります。

通り抜けた根拠はありますか?トランスファーごのゲルを染めたりしましたでしょうか?そこの実際が違えば、意味のない事をする羽目になる。まあやっていきながら探ると言うのはやり方として否定しませんが。

あと、ゲルのサイズは?
大きければ100mAは少ないです。ミニゲルで200ぐらいが標準だと思ってはいますが、それでもすくないですね、、、すり抜けているなら、あげるのは論外ですが。

小さいタンパクをPVDにウェットトランスファーするプロトコール 削除/引用
No.12136-1 - 2024/02/05 (月) 08:06:14 - 30kDa
共同研究先からの要請で、30kDa程度の大きさのタンパク質をPVDFメンブレンにウェットトランスファーしなくてはいけなくなりました。トランスファー後にCoomassiee Blueでメンブレンを染めて確認するのですが、サイズマーカーは全ての大きさ(10kDaから250kDaまで)が綺麗にトランスファーされていました、また、同時に流した100kDaのタンパクのバンドも綺麗に染まります。しかし、30kDaのタンパクは完全にどこかにいってしまっており、バンドは全く見えずで困っております。Low Molecular sizeのタンパクをWet Transferした経験のある方、なにか注意事などあったら教えて頂けますでしょうか?

普段そのタンパク質をWBで検出する場合には、Bio-RadのTrans Blot Turboのシステムを使ってゲルからメンブレンに7分でトランスファーしており、これだと問題無くそのタンパクを検出することが出来ています。
今回、ゲルに流すところまではこのWBの場合と同じ作業を行い、トランスファーを
1) 市販のTris-Glycine Transfer Bufferを使い
2) ゲルは1)のBuffer(メタノール抜き)で20分平衡化
3) PVDFメンブレンはメタノールに2分程度浸した後、ワットマンペーパーと一緒に1)のバッファ(10%メタノール入り)に20分程度浸す
4) パッド(スポンジ)とゲル、メンブレン、ワットマンペーパーを組み上げてウェットトランスファーを行う。CC 100mAでO/N(16時間)。
という手順で行った結果、上記のような結果になってしまいました。
16時間のトランスファーが長過ぎて、小さいサイズのタンパクはメンブレンを通過していってしまったのかと思って12時間に短縮するのは挑戦してみました。しかし、この時も30kDaのタンパクは全く見えず仕舞いでした。

単純に更に短い時間(8時間程度?)にすれば良いのか?あるいは私の知らないなにか特別な方法があるのか?ご助言頂けると有り難いです。よろしくお願いします。

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