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(無題) 削除/引用 No.2489-4 - 2013/10/28 (月) 02:25:29 - ｃDNA 差支えない範囲で反応条件、実験操作をお示しいただかないと、的確なアドバイスはもらえないと思います。 反応スケールが小さく、酵素溶液に粘性が高いとピペッティングの差が出やすいです。 また、一番よくある話は温度制御です。 反応バッファーをプレインキュベートしてあっても酵素溶液の量が反応液の半分など、比率が多いと混ぜたら温度が下がりますよね。普通、酵素は氷冷しているでしょうから。 そして条件が違えばこのようなアドバイスが全く無意味ですよね。

(無題) 削除/引用 No.2489-3 - 2013/10/26 (土) 00:49:50 - おお NADHはようじ調整のほうがいいです。凍結融解で活性が激減しますし、4度保存では酸化がきになります。 NADやNADHが大丈夫であれば、酵素側、反応系の問題かもしれませんので、精製方法、保存方法、安定性、その他反応に加えるケミカルなどよくキャラクタライズする必要があるかもしれません。

(無題) 削除/引用 No.2489-2 - 2013/10/25 (金) 19:20:15 - qq 古典的な実験方法ですから、基本的に上手くいくものです。生化学実験講座やMethod in enzymologyなどの古い本に丁寧にでているかもしれません。 １）伝わりにくいかもしれませんが、実験条件、方法を簡単に示すほうがよいです。 ２）不安定な結果を具体的に示してください。 ３）市販の酵素（G6PDH、LDHなど）を使っても、同様に不安定な結果なのですか？ ４）NADやNADHの安定性は保存pHに大きく依存し、NADとNADHで異なります。

NADを用いる酵素活性測定について安定した値を得る方法。 削除/引用 No.2489-1 - 2013/10/25 (金) 18:19:37 - dis NADを用いる酵素活性測定について安定した値を得る方法。 NADとNADHの変換を伴う酵素活性を340nmの吸光度で測定しています。 ですが、NADやNADHが不安定なためか、安定した結果が得られません。 何か安定した値を得るための工夫などはありますか？ ご存知の方がいましたら、教えてください。 どうぞよろしくお願いします。

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