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骨髄由来巨核球におけるリン酸化シグナル トピック削除
No.8120-TOPIC - 2019/07/30 (火) 06:13:54 - TPO
いつも拝見しては大変参考にさせていただいています。

私の所属する研究室で樹立された遺伝子改変マウスにおける血小板減少症のメカニズムを調べています。
骨髄のHE解析から血小板を作る大元の細胞である巨核球細胞の減少が確認されました。
そこで巨核球細胞の分化に必要なTPO(トロンボポイエチン)のシグナリングを見る計画です。

そこで複数のマウス骨髄をプールし、BSA密度勾配法を用いて巨核球細胞を濃縮しました。
約5割の細胞が巨核球細胞でした。

この細胞をTPOで刺激し、下流のJak2、STAT3のリン酸化を評価することを目的に、同じようなことをされている論文検索したところ、2時間から7時間ほど血清フリー下で培養して、TPO刺激する、ということをされているようでした。

そこで私も血清フリー下でplain DMEMで2時間からオーバーナイト後にTPO刺激を試しましたが、全くリン酸化シグナルが見られませんでした。ウエスタンのコントロールとして、脾臓細胞をLPSで刺激したサンプルを一緒に流していますが、そちらではJak2、STAT3のリン酸化を認めたので、抗体はワークしているようですし、ウエスタンも問題なさそうです。

どなたか、巨核球のシグナリングを解析されていらっしゃる方はおりませんでしょうか?
もしいらっしゃれば、問題点や注意点等をご教授いただけませんでしょうか。
 
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(無題) 削除/引用
No.8120-10 - 2019/08/03 (土) 01:12:01 - TPO
M様、返信が遅れてまして、申し訳ありませんでした。
実はM様からコメントいただき、もう少し検討の余地がありそうだと思い、いくつか条件を変えて染色してみました。

巨核球はDMSという特殊な膜を持っているので、界面活性剤の濃度や抗体の反応時間を検討してみました。
オーバーナイト染色でひょっとするとうまくいくかと期待していましたが、いずれの変えた条件でも全く染まりませんでした。(たった今データがでました)

> 固定及び膜透過処理は、Bリンパ球と同じで良い事を、何らかの形で確認してますか? 

いえ、確認しておりません。
M様のおっしゃる通りです。ポジコンでうまくいっているので、他の細胞でもうまくいくという前提がまず無かったのですね。

CD41染色は固定して膜透過後に行っています。
この方法では確かに細胞内CD41も染まる条件になります。
CD41は綺麗に染まっていますので固定の影響や膜透過の影響は、する前とで比較はしていませんが、大丈夫なのかなと思っています。mTmG;Pf4Cre miceではCD41+がGFP+になりますので、固定してもCD41抗体の特異性は変わらないと考えています。

> 巨核球はちょっと特殊なので、B細胞と同じで良いかどうか、言い切れる自信が私にはありません。

私は短絡的すぎたなと今思っています。M様のおっしゃられる通りです。
何がうまくいかない理由なのでしょうか...固定、透過処理、抗体反応、このいずれかだと思うのですが...

ploidy解析時は、生細胞を染めていました。
具体的には新鮮な骨髄細胞をCD41染色後、膜透過型のhoechst33342で染めて、解析をしていました。

シグナル解析は一先ずフローで行うことは難しそうですね。
ただ、M様からのコメントをいただかなければ、もっと多くの時間を浪費していたと思います。
本当に重ねてお礼申し上げます。また自分の短絡的な考えを見直すいい機会となりました。


胎児期肝臓細胞でのシグナル解析(ウエスタンブロット)でレビュアーの質問に応えられないかこれから始めたいと思います。

一つそれに関連してお聞きしてもよろしいでしょうか?
私は巨核球の単離を以下のプロトコルを参考にして行っています。
Methods Mol Biol. 2012;788:259-73. doi: 10.1007/978-1-61779-307-3_18.
Purification of native bone marrow megakaryocytes for studies of gene expression.

ただ、BSA密度勾配法で得られる、純度としては良くて5割、うまく行かない時には1割にも満たない場合があります。M様はfetal liver megakaryocytesの単離はどのように行っていますか?もしよろしければ、参考文献をお示しいただけると大変助かります。

上記の方法では
・底に沈む巨核球分画の純度が良くて5割ほど
・底に沈まなかった上層に他の細胞と共存する巨核球が思いの外多いこと

などがあり、このプロトコルが果たして最前なのか疑念を抱きました。
M様のプロトコルではこれらはどういった印象でしょうか?
重ねて質問してしまい、大変恐縮ですが、どうかよろしくお願いいたします。

(無題) 削除/引用
No.8120-9 - 2019/08/01 (木) 09:44:14 - M
> 一匹のマウス骨髄を800μlで懸濁して96-ウェルプレートに100μlずつまくと細胞濃度が非常に高いと思います

このような高密度骨髄培養はやった事がないので、なんとも言えませんが、分泌因子などの影響を受けやすくはなると思います。自分の場合は、1x10e6/mlでやってました。

> その後、固定、膜透過処理、抗体染色はルーチンに行なっているBリンパ球のそれと同じです。

固定及び膜透過処理は、Bリンパ球と同じで良い事を、何らかの形で確認してますか? 

具体的には、細胞表面CD41染色は固定前、固定後透過前、透過後のどの時点でやってますか? 透過後だと細胞表面染色にならないですし、刺激直後は早急に固定しないとシグナルが失われる事を考えると、固定後透過前の染色でしょうか? CD41染色の場合、固定の影響をどの程度受けるのか、気になるところです。

> 染色は同じ抗体を使ってプライマリマウスBリンパ球を染めているので、固定、膜透過処理、抗体染色のプロセスは問題ないかと思っています...。

巨核球はちょっと特殊なので、B細胞と同じで良いかどうか、言い切れる自信が私にはありません。少なくとも表面マーカーは異なるので、例えばCD19とCD41の抗体で、固定後の抗原に対する反応性などは異なっていてもおかしくないと思います。

> FSC-SSCゲートの際、以前にプロイディ解析を行ったことがありますが、FSC-SSCいずれもhiな集団にゲートをかけ、CD41+にさらにゲートをかけ、その上でヘキスト33342解析すると、7-8割が16Nを示していたので、今回の細胞内フローのFSC-SSCでも問題なく巨核球にゲートをかけていると考えています。

CD41-ploidyの場合、メタノールで処理するのが標準的と思いますが、この場合CD41染色はメタノール処理前の、未固定の状態で行ってますよね?(メタノール処理してしまうと、細胞内も染める事になるにもかかわらず、染色性が著しく落ちる事を経験しています) 細胞内フローの場合CD41染色が固定後になるようなら、CD41染色がどの程度影響を受けるのか、見ておいた方がいいかもしれません。

(無題) 削除/引用
No.8120-8 - 2019/08/01 (木) 03:40:09 - TPO
M様、
すみません、追記させてください。

一匹のマウス骨髄を800μlで懸濁して96-ウェルプレートに100μlずつまくと細胞濃度が非常に高いと思います
。数のカウントはしていませんが、これもシグナルが入らない、もしくは見えないの原因かもしれませんね...

(無題) 削除/引用
No.8120-7 - 2019/08/01 (木) 03:09:00 - TPO
M様、引き続き大変示唆に富むアドバイスをいただき重ねてお礼申し上げます。

実は私はアメリカ在住でして、たった今実験を終えました。

結果、IMDMに変えても何も染まりませんでした。
PECy7-CD41は綺麗に染まっています。アイソタイプに比べ、CD41は強く染まっています。

今回の実験デザインですが、
1匹のWTマウスの骨髄を取り、溶血させたのち、IMDMで800 ulに懸濁させ、96-ウェルプレートに各100ulずつプレートし、37度CO2インキュベータにて3時間もしくは17時間、インキュベート(血清飢餓)させました。(17時間の場合には抗生剤を加えています)

その後、TPO 50 ng/ml (試しにその10倍濃い500 ng/mlも試しました)で10分、30分刺激しました。
その後、固定、膜透過処理、抗体染色はルーチンに行なっているBリンパ球のそれと同じです。

3時間および17時間の血清飢餓ではCD41以外何も染まらず、17時間血清飢餓では培地が黄色くなっていたので細胞のコンディションとしてはよくなかったとは思いますが、それでもM様から教わった条件である3時間血清飢餓の後、TPO 50 ng/mlで10分と30分を問題なく試すことができました(染まらずでしたが)。

染色は同じ抗体を使ってプライマリマウスBリンパ球を染めているので、固定、膜透過処理、抗体染色のプロセスは問題ないかと思っています...。

FSC-SSCゲートの際、以前にプロイディ解析を行ったことがありますが、FSC-SSCいずれもhiな集団にゲートをかけ、CD41+にさらにゲートをかけ、その上でヘキスト33342解析すると、7-8割が16Nを示していたので、今回の細胞内フローのFSC-SSCでも問題なく巨核球にゲートをかけていると考えています。

フロー時に溶血は必要ないのですね、ありがとうございます。以後、そのようにします。

細胞内フローの実験は溶血なしでもう一度だけ行ってみます。

明日か明後日に胎児期肝からTPOで誘導した巨核球をBSA密度勾配法で濃縮予定なので、一度TPOで刺激したウエスタンを試してみます。

この度は何度もなんどもありがとうございました。闇雲に時間を浪費してしまうところでした。
とても感謝しています。ありがとうございます。

(無題) 削除/引用
No.8120-6 - 2019/08/01 (木) 02:38:30 - M
ERK1/2のリン酸化も検出できないとなると、リガンド(TPO)の問題か、細胞内染色FACSの問題の可能性が高い気がします。Fetal liverの細胞をお使いのTPOで培養すると明らかに巨核球が増えてくるのであれば、TPOは効いているという事なので、細胞内FACSに問題がある可能性を第一に考えます。

骨髄の巨核球頻度はとても低いので、プライマリーのサンプルでやるなら、細胞内FACSはベストの方法の一つ(上手くいけば)と思います。細胞表面CD41染色が上手くいってなければ、シグナルは見えないと思いますので、まずはCD41染色をきっちり固める事が先決と思います。赤血球の溶血については、赤芽球系の前駆細胞にダメージを与えるので、目的によっては省略する場合もあります。Foward scatterのgatingをちゃんと設定して小型の赤血球を解析から除けるようにすれば、溶血しなくても大丈夫と思います。

(無題) 削除/引用
No.8120-5 - 2019/07/30 (火) 10:39:02 - TPO
M様、引き続き迅速なご返答をいただきまして、とても嬉しく思います。
ありがとうございます。

今週中にはFetal liverから誘導した巨核球をBSA密度勾配で濃縮予定ですので、はい、行なってみます。
その際にも血清飢餓をするようにします。

実は今回細胞内フローサイトメトリーにてERK1/2も見ています。やはりこれでも染色を認めませんでした。
はい、Y705のリン酸化STAT3抗体をBiolegendから購入しました。
ルーチンに細胞内フローサイトメトリーを行なっているBリンパ球においてはこれらの細胞内フローサイトメトリーはうまく行っているので、染色の工程にミスはないと考えています。

なるほど、リガンド過剰が逆にシグナルを阻害する要因になりかねないことを学びました。正直考えが及びませんでした。
50ng/mlがもっとも論文では使われていそうでしたので、濃度はこれに固定して行うことにします。ありがとうございます。

> ERKやAKTの場合は30分だと少し遅い感じもしますが、STAT3の場合はやって見ないと分からないですね。30分でシグナルが全くでないのであれば、10分くらいも見ておいた方が良いかもしれません。

とても納得しました。はい、10分と30分を検討してみることにします。

> 私は無血清IMDM(BSAなし)で3時間starvationの後、刺激してました。Primary BMの巨核球をBSA gradientで純化して、ウエスタンでシグナルを見るのに十分な細胞数を得るのははかなり大変なので、まずは培養で増やした巨核球で条件検討する方が無難かもしれませんね。

IMDMを使われていらっしゃるんですね。今、冷蔵庫を見たところ2014年に期限は切れてしまっていたのですが、未開封のIMDMを見つけたので明日マウス骨髄から細胞を調製してみます。

ただ、遺伝子改変マウスの方では骨髄中の巨核球が少なく、(マルチカラーフローサイトメトリーにて遺伝子改変マウスにおいて巨核球前駆細胞の増加していました)TPOでの増えが悪い可能性が考えられています。
そこでなるべく増やす操作の必要としない、細胞内フローサイトメトリーでTPOへの反応性を調べらないかと今は考えています。

ただ、巨核球の細胞内フローサイトメトリーはあまり前例がないように思えます。
分化させたK562の細胞内フローサイトメトリーはよく見ましたが...

まず明日、骨髄を取り、赤血球を溶血させ(M様は溶血はされていますか?)、IMDMを加え等張に戻したのち、再度IMDMで洗い、3時間血清飢餓状態でインキュベーション後、50ng/mlのTPOで10分と30分刺激してみます。
その後、固定、膜透過処理後、PECy7-anti-CD41と、Alexa488-anti-pERK1/2 PE-anti-pSTAT3で染めてみることにします。

大変詳しく条件を教えてくださり、ありがとうございます。
まさか、巨核球のシグナルを見ている方からまさにアドバイスをいただけるとは思ってもいませんでした。
ダメ元で投稿させていただき、本当によかったと今感じています。
ありがとうございました。

(無題) 削除/引用
No.8120-4 - 2019/07/30 (火) 10:08:08 - M
> はい、マウスTPOはBiolegendから購入したものでCHO細胞から発現精製されたものです。このTPOを使って胎生期E14.5からの肝臓からfetal liver巨核球細胞を誘導出来ていますので、問題ないと思います。

Fetal liverから誘導した巨核球を、TPOで刺激した場合はどうか、見てみると良いかもしれません。

> TPOの濃度は論文にならい、50ng/mlから始めましたが、条件検討の際、300ng/mlにまで上げましたが、それでも刺激は入りませんでした。

私は10-50ng/mlでやってました。300ng/mlは試したことがありません。300ng/mlまであげると、リガンド過剰によりmplのdimerizationが逆に阻害されるかもしれません。50ng/mlでERKやAKTのシグナルは入るはずですが、STAT3は自分で見たことがないです。お使いのリン酸化STAT3抗体はY705のリン酸化を検出する抗体ですか? 

> TPOでの刺激時間は当初5分と30分で見ていましたが、その後の条件検討では30分だけで行なっています。

ERKやAKTの場合は30分だと少し遅い感じもしますが、STAT3の場合はやって見ないと分からないですね。30分でシグナルが全くでないのであれば、10分くらいも見ておいた方が良いかもしれません。

> 私は血清を加えていないDMEM(+抗生物質)で3時間血清フリーをデフォルトにして条件検討しています。
> 今、論文解析すると、IMDM培地を使ったり、0.1%BSAを加えていたり、16時間まで血清フリーにしていたりと私との相違点をいくつか認めました。

私は無血清IMDM(BSAなし)で3時間starvationの後、刺激してました。Primary BMの巨核球をBSA gradientで純化して、ウエスタンでシグナルを見るのに十分な細胞数を得るのははかなり大変なので、まずは培養で増やした巨核球で条件検討する方が無難かもしれませんね。

(無題) 削除/引用
No.8120-3 - 2019/07/30 (火) 09:18:05 - TPO
M様、ありがとうございます。
こんなに早くにコメントをいただけるとは思ってもいませんでした。
今、まさに論文検索しているところでした。

>プールしたのは野生型のマウスでしょうか、それとも遺伝子改変マウスでしょうか?
 
まずは野生型マウスで条件検討していますので、野生型マウスのBMをプールしています。

>TPOが機能していることは確認済みでしょうか? 培養で巨核球が増殖分化してくるとか、ウエスタンなら他のシグナル(ERKやAKTのリン酸化など)が入っている事が確認されているとか。あと、TPOの濃度と刺激時間はどれくらいでしょうか?

はい、マウスTPOはBiolegendから購入したものでCHO細胞から発現精製されたものです。このTPOを使って胎生期E14.5からの肝臓からfetal liver巨核球細胞を誘導出来ていますので、問題ないと思います。
また、私自身当初、TPOを疑い、新しいものを購入したのですが、それでも刺激が入らずでした。

TPOの濃度は論文にならい、50ng/mlから始めましたが、条件検討の際、300ng/mlにまで上げましたが、それでも刺激は入りませんでした。

TPOでの刺激時間は当初5分と30分で見ていましたが、その後の条件検討では30分だけで行なっています。

M様は巨核球細胞でシグナル解析をされたことがありますでしょうか?
今、細胞内フローサイトメトリーも行なっていますが、それでも全く刺激は入っていないようです。
ポジコンとして脾臓のB細胞でLPS刺激は入っており、フローサイトメトリーにてSTAT3やJak2のリン酸化が5分、30分と綺麗に検出出来ています。


血清フリーの条件が悪いのかなと今考えています。
私は血清を加えていないDMEM(+抗生物質)で3時間血清フリーをデフォルトにして条件検討しています。
今、論文解析すると、IMDM培地を使ったり、0.1%BSAを加えていたり、16時間まで血清フリーにしていたりと私との相違点をいくつか認めました。

M様の条件をもし可能であれば教えていただくことは可能でしょうか?
それでしたら大変ありがたいです。どうかご検討いただけると幸いです。

(無題) 削除/引用
No.8120-2 - 2019/07/30 (火) 09:08:18 - M
> そこで複数のマウス骨髄をプールし、BSA密度勾配法を用いて巨核球細胞を濃縮しました。
> 約5割の細胞が巨核球細胞でした。

プールしたのは野生型のマウスでしょうか、それとも遺伝子改変マウスでしょうか?
 
> そこで私も血清フリー下でplain DMEMで2時間からオーバーナイト後にTPO刺激を試しましたが、全くリン酸化シグナルが見られませんでした。ウエスタンのコントロールとして、脾臓細胞をLPSで刺激したサンプルを一緒に流していますが、そちらではJak2、STAT3のリン酸化を認めたので、抗体はワークしているようですし、ウエスタンも問題なさそうです。

TPOが機能していることは確認済みでしょうか? 培養で巨核球が増殖分化してくるとか、ウエスタンなら他のシグナル(ERKやAKTのリン酸化など)が入っている事が確認されているとか。あと、TPOの濃度と刺激時間はどれくらいでしょうか?

骨髄由来巨核球におけるリン酸化シグナル 削除/引用
No.8120-1 - 2019/07/30 (火) 06:13:54 - TPO
いつも拝見しては大変参考にさせていただいています。

私の所属する研究室で樹立された遺伝子改変マウスにおける血小板減少症のメカニズムを調べています。
骨髄のHE解析から血小板を作る大元の細胞である巨核球細胞の減少が確認されました。
そこで巨核球細胞の分化に必要なTPO(トロンボポイエチン)のシグナリングを見る計画です。

そこで複数のマウス骨髄をプールし、BSA密度勾配法を用いて巨核球細胞を濃縮しました。
約5割の細胞が巨核球細胞でした。

この細胞をTPOで刺激し、下流のJak2、STAT3のリン酸化を評価することを目的に、同じようなことをされている論文検索したところ、2時間から7時間ほど血清フリー下で培養して、TPO刺激する、ということをされているようでした。

そこで私も血清フリー下でplain DMEMで2時間からオーバーナイト後にTPO刺激を試しましたが、全くリン酸化シグナルが見られませんでした。ウエスタンのコントロールとして、脾臓細胞をLPSで刺激したサンプルを一緒に流していますが、そちらではJak2、STAT3のリン酸化を認めたので、抗体はワークしているようですし、ウエスタンも問題なさそうです。

どなたか、巨核球のシグナリングを解析されていらっしゃる方はおりませんでしょうか?
もしいらっしゃれば、問題点や注意点等をご教授いただけませんでしょうか。

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