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(無題) 削除/引用 No.8351-4 - 2019/10/25 (金) 22:15:09 - +Bcxvgh いつもやってる一応電子レンジのやり方を書くから。 街で売ってる耐熱のタッパー使ってる。蓋は完全には閉めないで乗せる感じで使う。 必ず一度沸騰させてから、スライドグラス 入れる。 で、またレンジに入れて扉を通してみながら加熱して、沸騰したら止める。でまた加熱を繰り返す。で沸騰時間はトータル５分くらいで大抵はいけてる。液は結構蒸発して減るので液量は多めに。 急に冷すと賦活の効果が低下するのでタッパーごと室温に放置して自然に温度が下がるのを待つ。普通に触れるくらいまで。だいたい３０分くらいかなと。 電磁波が出てあまり長く近くにいるとよくないらしい（これはほんとかどうかはわからない）ので、少し離れて見た方がいいかもしれない。１mくらい離れて見ている。

(無題) 削除/引用 No.8351-3 - 2019/10/25 (金) 15:08:14 - ku- +Bcxvgh様 ありがとうございます。 クエン酸でも染色性が低下するのですね。 浸漬時間を長く、洗浄時間を短くして再トライしてみます。 賦活化の加熱方法ですが、電子レンジだとすぐに突沸してしまって やりにくいな、と思いオートクレーブに変更しました。 ただ、オートクレーブだと圧が上がるのに結構時間がかかってしまって、 設定上は120℃、3分ですが、実際にはもっと長時間加熱されてますよね。。。

(無題) 削除/引用 No.8351-2 - 2019/10/24 (木) 21:54:43 - +Bcxvgh キレート剤はヘマトキシリンによる核染色を減弱させます。ですのでクエン酸やEDTAを使用した場合は、染色時間を1.5~2倍かそれ以上伸ばしてます。ヘマトキシリンはマイヤーでしょうか。マイヤーならバックはあまり染まらないと思うので、流水洗の時間を短くすることもできると思います。 オートクレーブでなくて電子レンジでやったことありますか。私は電子レンジ派ですが、EDTAやクエン酸の賦活した切片でも、いつもより核の青がちょっと薄めだなあくらいで、そこまで染まりにくいという経験はないです。

抗原賦活化によるヘマトキシリン染色性低下について 削除/引用 No.8351-1 - 2019/10/24 (木) 21:03:25 - ku- パラフィン包埋切片の免疫染色をしています。 今悩んでいるのが、クエン酸バッファー（pH6）で抗原賦活化を行うと、 ヘマトキシリンの染色性が極端に落ちてしまうことです。 プロトコールは次のとおりです。 薄切（4uM）（マウス肝臓） ↓ 脱パラ・再水和 ↓ 抗原賦活化（クエン酸バッファーpH6、120℃、3分オートクレーブ） ↓ ビオチンのブロッキング ↓ 非特異的吸着のブロッキング（5%血清） ↓ 一次抗体（4℃、O/N） ↓ 内因性POのブロッキング（3%H2O2、室温、10分） ↓ 二次抗体（室温、30分） ↓ アビジン-ビオチン複合体 ↓ DABで検出 ↓ マイヤーヘマトキシリン ↓ 流水で色出し ヘマトキシリンに30分付けてもぼんやりとした水色になる程度です。 クエン酸バッファーの賦活化を行っていないものは、くっきりとした青になります。 EDTA系のバッファーだとヘマトキシリンの染色性が落ちると聞いたことがありますが、 クエン酸バッファーでもそうなのでしょうか。 見たいシグナルは濃すぎるくらいに出ているので、ヘマトキシリンの薄さには目をつぶるしかないのですかね。。。 もう少し青くなってくれると、組織の形態もわかりやすくてきれいな写真になるのにな、という残念な状態です。

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